LABORATORIO
   
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REVISIÓN I
REVISIÓN II
LABORATORIO
LIBROS
CITAS
PROBLEMAS Y ACTIVIDADES
NORMAS DE PUBLICACIÓN
Avogadro Digital
Créditos
TITULO
Extracción y reconocimiento de pigmentos vegetales.

TITLE
Extraction and recognition of vegetal pigments.



AUTORES
González Rolo CL.
Farmacéutico. Departamento de Tecnología. IES San Benito (Tenerife)

Hernández Pérez MN.
Bióloga. Departamento de Biología y Geología. IES Nicolás Estévez Borges (Tenerife)



PALABRAS CLAVE:
Cloroplasto. Clorofila. Caroteno. Xantofila. Ficobilina.

KEY WORDS:
Chloroplast. Chlorophyll. Carotene. Xantophyl. Phycobilin.
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RESUMEN
La clorofila es un pigmento de las plantas, que les proporciona su color verde y que absorbe la luz necesaria para la fotosíntesis. La clorofila absorbe principalmente luz violeta roja y azul y refleja luz verde.
La abundancia de clorofila en hojas y su ocasional presencia en otros tejidos vegetales es la causa de que esas partes de las plantas aparezcan verdes, pero en algunas hojas la clorofila es enmascarada por otros pigmentos. La extracción y reconocimiento de estos pigmentos es interesante para es estudio y conocimiento de sus propiedades.

SUMMARY
Chlorophyll is a pigment in plants that gives them their green colour and that absorbs the light necessary for phothosyntesis Chlorophyll absorbs mainly red, violet, and blue light and reflects green light.
The abundance of chlorophyll in leaves and its occasional presence in other plant tissues, causes these plant parts to appear green, but in some leaves, chlorophyll is masked by other pigments. The extraction and recognition of this pigments is interesting for the investigation and knowledge of its qualities.


INTRODUCCIÓN
Los Pigmentos vegetales, que se encuentran en los cloroplastos, son moléculas químicas que reflejan o transmiten la luz visible, o hacen ambas cosas a la vez. El color de un pigmento depende de la absorción selectiva de ciertas longitudes de onda de la luz y de la reflexión de otras. Constituyen el sustrato fisicoquímico donde se asienta el proceso fotosintético.
Hay diversas clases de pigmentos:
• Principales:
• Clorofilas (a, b, c, d y bacterioclorofilas) de coloración verde.
• Accesorios:
• Carotenoides (carotenos y xantofilas) de coloración amarilla y roja.
• Ficobilinas de coloración azul y roja presentes en las algas verdeazuladas, que comprenden el filo de los Cianofitos.
La Clorofila, es el pigmento que da el color verde a los vegetales y que se encarga de absorber la luz necesaria para realizar la fotosíntesis, proceso que posibilita la síntesis de sustancias orgánicas a partir de las inorgánicas (CO2, H2O y sales minerales), mediante la transformación de la energía luminosa en energía química. La clorofila absorbe sobre todo la luz roja, violeta y azul, y refleja la verde. Generalmente la abundancia de clorofila en las hojas y su presencia ocasional en otros tejidos vegetales, como los tallos, tiñen de verde estas partes de las plantas. En ocasiones, la presencia de clorofila no es tan patente al descomponerse y ocupar su lugar otros pigmentos de origen isoprénico también presentes en los plastos como son los carotenos (alfa, beta y ganma) y las Xantofilas.
Las algas verdeazuladas contienen la misma clase de clorofila que las plantas superiores, pero la ausencia de cloroplastos hace que se distribuya por toda la célula. Con frecuencia otros pigmentos como la ficobilina (presente también en los rodófitos) enmascaran la clorofila y confieren a estas a las células, un color azulado o rojizo. Su función es captar la luz y transferirla a la clorofila.
Las clorofilas presentan una estructura molecular de gran tamaño de tipo porfirinico, estando formada en su mayor parte por carbono e hidrógeno; constituyendo un anillo tetrapirrolico ocupado en el centro por un único átomo de magnesio, rodeado por un grupo de átomos que contienen nitrógeno. Del anillo parte una larga cadena de 20 átomos de carbono, denominada fitol que constituye el punto de anclaje de la molécula de clorofila a la membrana interna del cloroplasto, el orgánulo celular donde tiene lugar la fotosíntesis.
Cuando la molécula de clorofila absorbe un fotón, sus electrones se excitan elevándose a un nivel de energía superior. Esto es el punto de partida en el cloroplasto de una secuencia compleja de reacciones químicas que dan lugar al almacenamiento de energía en forma de enlaces químicos.
Los diversos tipos de clorofilas existentes, se diferencian en pequeños detalles de su estructura molecular y que absorben longitudes de onda luminosas algo distintas.
Por cromatografia se pueden separar cuatro clorofilas distintas:
• La clorofila A constituye de manera aproximada el 75% de toda la clorofila de las plantas verdes, estando presente también en las algas verdeazuladas y en células fotosintéticas más complejas.
• La clorofila B es un pigmento accesorio presente en vegetales y otras células fotosintéticas complejas; absorbe luz de una longitud de onda diferente y transfiere la energía a la clorofila A, que se encarga de transformarla en energía química.
• Las clorofilas C y la D son propias de algas y bacterias.
Las clorofilas actúan como catalizadores, es decir, como sustancias que aceleran o facilitan las reacciones químicas, pero que no se agotan en las mismas. Entre los carotenoides hay también muchos catalizadores e intervienen como pigmentos accesorios en la fotosíntesis, transfieren a la clorofila la energía de la luz que absorben para su conversión en energía química.

OBJETIVOS
• Comprensión del papel imprescindible de los pigmentos vegetales, fundamentalme la clorofila, en el metabolismo vegetal
• Uso de técnicas de separación de sustancias.
• Reconocimiento de los principales pigmentos de las plantas, a partir de sus propiedades diferenciales respecto al color y la solubilidad.

MATERIAL
• Diferentes tipos de hojas sin nerviaciones.
• Diferentes tipos de pétalos sin flores.
• Arena fina.
• Mortero.
• Papel de filtro.
• Prisma de óptica.
• Embudo.
• Vaso de precipitados.
• Cubeta de caras paralelas.
• Gradilla.
• Tubos de ensayo.
• Cápsula de Petri.

REACTIVOS
• Benceno o gasolina.
• Alcohol etílico.
• Agua destilada
• Eter etílico.
• NaOH al 20 %

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL
Extracción de los pigmentos
En un mortero colocamos arena lavada, unos 40 cm3 de etanol y varios trozos de hojas sin nerviaciones. Trituramos sin golpear hasta que el liquido adquiera un color verde. Filtraremos la solución usando un papel de filtro y la recogeremos en un vaso de precipitado. Obtendremos al final una disolución en alcohol de clorofila bruta. Después haremos lo siguiente:
Observación del fenómeno de fluorescencia
Colocando el vaso frente a la luz se puede comprobar que la solución de pigmentos presenta color verde; pero cuando el vaso, la luz y nuestra vista no forman una línea recta, o iluminando fuertemente, puede observarse que la coloración adquiere tonalidades de color púrpura. Este fenómeno denominado fluorescencia se debe a la emisión de la luz absorbida previamente por las clorofilas.
Solubilidad diferencial de los pigmentos disueltos
De la solución de pigmentos contenida en el vaso se pondrán 8 cm3 en dos tubos de ensayo (a y b).
En el tubo a añadiremos 4 cm3 de éter y agitaremos suavemente durante 30 s. A continuación añadiremos 4 cm3 de agua destilada volviendo a agitar con suavidad. Dejaremos reposar en la gradilla durante 10 min. Anotar lo que se observa.
En el tubo b añadiremos 4 cm3 de éter y agitaremos suavemente durante 30 s. A continuación añadiremos 2 cm3 de NaOH al 20 % y se agitará suavemente. Dejaremos reposar en la gradilla durante 10 min. El NaOH reaccionará con el grupo fitol de las clorofilas. saponificandolo y provocando la precipitación de estos pigmentos.
Análisis capilar de los pigmentos disueltos
De la solución de pigmentos contenida en el vaso se pondrá en una cápsula de Petri una cantidad suficiente que alcance unos 2 mm de altura. Los distintos pigmentos de la mezcla se separan a partir de las diferentes velocidades con que se desplazan en un medio poroso atravesado por el disolvente.
En la cápsula de Petri colocaremos verticalmente, durante unos 10 minutos, una tira de papel de filtro doblada en V, de forma que se mantenga perpendicular a la placa. El papel no debe tocar la pared de la cápsula. Aparecerán unas bandas, de arriba a abajo: frente del disolvente, xantofilas clorofila b (verde oscura), clorofila a (verde azulada), carotenos, restos de bandas anteriores no separadas
Concentración de la clorofila bruta
Ponemos en un tubo de ensayo una cantidad de la solución de pigmentos contenida en el vaso de precipitado. Añadimos un poco de benceno o gasolina y agitamos. Luego dejamos el tubo en reposo. Anota lo observado.

RESULTADOS Y CONCLUSIONES
Describir todo lo que se ha observado en la experiencia y contestar a las siguientes preguntas.
• ¿Cuántos métodos de separación de componentes de una mezcla hemos utilizado en esta práctica?
• ¿Qué tipos de mezclas se han obtenido?
• ¿Por qué los pigmentos vegetales han pasado de la disolución de acetona o alcohol hasta la disolución de gasolina o benceno?
• ¿La cromatografia será igual en cualquier especie vegetal?

NORMAS DE SEGURIDAD
Como regla general, nunca se debe ingerir ni tocar con las manos ninguna sustancia química.
Hay que evitar salpicaduras que pudieran alcanzar por accidente los ojos, mucosas o piel. Tomar precauciones con los reactivos usados.
Como medida de precaución, es conveniente el uso de guantes y gafas protectoras. Es aconsejable llevar ropa cuya conservación no nos importe una bata de laboratorio, ya que una salpicadura puede deteriorarla.
No olfatear jamás el interior de los recipientes en los que se trabaja.
Al concluir el experimento, los enseres y equipamientos empleados deben ser limpiados a fondo.

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
1. Blanco Prieto F. Manual del Laboratorio de Química. Gráficas Cervantes. Salamanca, 1983
2. García JL. Experiencias básicas en la enseñanza de las ciencias de la naturaleza II. Instituto de la educación. Universidad de Santander. Santander, 1980
3. Gutiérrez R. et al. Enseñanza de las ciencias en la educación intermedia. Ed. Rialp. Madrid, 1990
4. Villarreal F. et al. Experimentos de Química. Ed. Trillas. Mejico, 1981







TITLE:
Experimental determination of Avogadro´s number.

TÍTULO:
Determinación experimental del Número de Avogadro.

Anne Marie Helmenstine, Ph.D.
Bachelor of arts degrees in physics and mathematics with a minor in chemistry from Hastings College in Nebraska and a doctorate of philosophy in biomedical sciences from the University of Tennessee at Knoxville.
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ELECTROCHEMICAL METHOD
Avogadro's number isn't a mathematically derived unit. The number of particles in a mole of a material is determined experimentally. This method uses electrochemistry to make the determination. You may wish to review the working of electrochemical cells before attempting this experiment.

PURPOSE
The objective is to make an experimental measurement of Avogadro's number.

INTRODUTION
A mole can be defined as the gram formula mass of a substance or the atomic mass of an element in grams. In this experiment, electron flow (amperage or current) and time are measured in order to obtain the number of electrons passing through the electrochemical cell. The number of atoms in a weighed sample is related to electron flow to calculate Avogadro's number.
In this electrolytic cell both electrodes are copper and the electrolyte is 0.5 M H2SO4.
During electrolysis, the copper electrode (anode) connected to the positive pin of the power supply loses mass as the copper atoms are converted to copper ions. The loss of mass may be visible as pitting of the surface of the metal electrode. Also, the copper ions pass into the water solution and tint it blue. At the other electrode (cathode), hydrogen gas is liberated at the surface through the reduction of hydrogen ions in the aqueous sulfuric acid solution. The reaction is:
2 H+(aq) + 2 electrons -> H2(g)
This experiment is based on the mass loss of the copper anode, but it is also possible to collect the hydrogen gas that is evolved and use it to calculate Avogadro's number.

MATERIALS
•Direct current source (battery or power supply)
•Insulated wires and possibly alligator clips to connect the cells
•2 Electrodes (e.g., strips of copper, nickel, zinc, or iron)
•250-ml beaker of 0.5 M H2SO4 (sulfuric acid)
•Water
•Alcohol (e.g., methanol or isopropyl alcohol)
•Small beaker of 6 M HNO3 (nitric acid)
•Ammeter or multimeter
•Stopwatch
•Analytical balance capable of measuring to nearest 0.0001 gram

PROCEDURE
Obtain two copper electrodes. Clean the electrode to be used as the anode by immersing it in 6 M HNO3 in a fume hood for 2-3 seconds. Remove the electrode promptly or the acid will destroy it. Do not touch the electrode with your fingers. Rinse the electrode with clean tap water. Next, dip the electrode into a beaker of alcohol. Place the electrode onto a paper towel. When the electrode is dry, weigh it on an analytical balance to the nearest 0.0001 gram.
The apparatus looks superficially like this diagram of an electrolytic cell except that you are using two beakers connected by an ammeter rather than having the electrodes together in a solution. Take beaker with 0.5 M H2SO4 (corrosive!) and place an electrode in each beaker. Before making any connections be sure the power supply is off and unplugged (or connect the battery last). The power supply is connected to the ammeter in series with the electrodes. The positive pole of the power supply is connected to the anode. The negative pin of the ammeter is connected to the anode (or place the pin in the solution if you are concerned about the change in mass from an alligator clip scratching the copper). The cathode is connected to the positive pin of the ammeter. Finally, the cathode of the electrolytic cell is connected to the negative post of the battery or power supply. Remember, the mass of the anode will begin to change as soon as you turn the power on, so have your stopwatch ready!
You need accurate current and time measurements. The amperage should be recorded at one minute (60 sec) intervals. Be aware that the amperage may vary over the course of the experiment due to changes in the electrolyte solution, temperature, and position of the electrodes. The amperage used in the calculation should be an average of all readings. Allow the current to flow for a minimum of 1020 seconds (17.00 minutes). Measure the time to the nearest second or fraction of a second. After 1020 seconds (or longer) turn off the power supply record the last amperage value and the time.
Now you retrieve the anode from the cell, dry it as before by immersing it in alcohol and allowing it to dry on a paper towel, and weigh it. If you wipe the anode you will remove copper from the surface and invalidate your work!
If you can, repeat the experiment using the same electrodes.

SAMPLE CALCULATION
The following measurements were made:
Anode mass lost: 0.3554 grams (g)
Current(average): 0.601 amperes (amp)
Time of electrolysis: 1802 seconds (s)
Remember:
one ampere = 1 coulomb/second or one amp.s = 1 coul
charge of one electron is 1.602 x 10-19 coulomb
1.Find the total charge passed through the circuit.
(0.601 amp)(1 coul/1amp-s)(1802 s) = 1083 coul
2.Calculate the number of electrons in the electrolysis.
(1083 coul)(1 electron/1.6022 x 1019coul) = 6.759 x 1021 electrons
3.Determine the number of copper atoms lost from the anode.
The electrolysis process consumes two electrons per copper ion formed. Thus, the number of copper (II) ions formed is half the number of electrons.
Number of Cu2+ ions = ½ number of electrons measured
Number of Cu2+ ions = (6.752 x 1021 electrons)(1 Cu2+ / 2 electrons)
Number of Cu2+ ions = 3.380 x 1021 Cu2+ ions
4.Calculate the number of copper ions per gram of copper from the number of copper ions above and the mass of copper ions produced.
The mass of the copper ions produced is equal to the mass loss of the anode.
(The mass of the electrons is so small as to be negligible, so the mass of the copper (II) ions is the same as the mass of copper atoms.)
mass loss of electrode = mass of Cu2+ ions = 0.3554 g
3.380 x 1021 Cu2+ ions / 0.3544g = 9.510 x 1021 Cu2+ ions/g = 9.510 x 1021 Cu atoms/g
5.Calculate the number of copper atoms in a mole of copper, 63.546 grams.
Cu atoms/mole of Cu = (9.510 x 1021 copper atoms/g copper)(63.546 g/mole copper)
Cu atoms/mole of Cu = 6.040 x 1023 copper atoms/mole of copper
This is the student's measured value of Avogaro's number!
6.Calculate percent error.
Absolute error: |6.02 x 1023 - 6.04 x 1023 | = 2 x 1021
Percent error: (2 x 10 21 / 6.02 x 10 23)(100) = 0.3 %

LINK
http://chemistry.about.com/cs/generalchemistry/a/aa121903a_2.htm